蛋白分析FAQ彙總

• • WB配上樣體系怎麼配呀

  Western Blot（WB）實驗中的上樣體系（Loading Buffer 或 Sample Buffer）通常包含幾個關鍵成分： Tris-HCl 緩衝液：通常濃度爲 0.5 M，pH 值約 6.8。 SDS（十二烷基硫酸鈉）：通常濃度爲 10%。 甘油：通常濃度爲 20-

• • WB實驗怎麼安排樣本順序？

  在Western Blot (WB) 實驗中安排樣本順序時，主要考慮以下幾點： 1、對照樣本： 將正對照（表達目標蛋白的樣本）和負對照（不表達目標蛋白的樣本）放在實驗的開始和結束位置，以便於結果的比較和確認。 2、重複樣本： 如果實驗中包括重複樣本，應將重複樣本並排放置，以便於結果的比較和

• • WB跑出來的條帶一片空白，白的發光，是什麼原因呢

   Western Blot（WB）實驗中出現的條帶空白且發光（通常指在成像時出現過曝光的現象）可能由以下原因造成： 1、樣品蛋白濃度過高： 如果加載的樣品蛋白濃度過高，可能導致信號過強，造成條帶處發光。解決方法是稀釋樣品，減少加載量。 2、一抗或二抗濃度過高： 抗體濃度過高會導致非

• • 請問跑泛素化應該配多大濃度的膠，轉膜的電流大小及時間是多少，以及PVDF膜用0.45還是0.22？

  1、凝膠的濃度： 對於大多數蛋白質，使用 8-12% 的SDS-PAGE凝膠是比較常見的。如果目標蛋白較小（<20 kDa）或者非常大（>200 kDa），可能需要使用更高或更低濃度的凝膠。 2、電泳的電流和時間： 通常情況下，電泳的電流設置爲常電流（constant curr

• • 蛋白在酶切之前就分成了相隔很近的兩條帶，在酶切後兩條帶分別減少，過akta後還是會出現相隔很近的兩條帶是什麼原因，怎麼解決？

  蛋白在酶切之前就分成兩條相隔很近的帶，並且在酶切和經過AKTA純化後仍然出現這種現象可能有幾個原因： 1.蛋白異構體： 可能存在蛋白的不同異構體或者蛋白質的不同翻譯後修飾形式，如磷酸化、糖基化等。 2.蛋白部分降解： 蛋白可能在提取或處理過程中發生了部分降解，導致出現大小略有差異的多個片

• • 過表達的帶FLag標籤的蛋白，可以用目標抗體檢測到很強的帶，但沒法用標籤抗體wb檢測到標籤。原因是什麼？

  在表達帶有FLAG標籤的蛋白時，如果可以用目標抗體檢測到強烈的條帶，但無法用標籤抗體通過免疫印跡（Western Blot, WB）檢測到標籤，可能有幾個原因： 1.標籤抗體的特異性或活性問題： 可能是Flag標籤抗體的特異性或活性不足。可能是抗體本身的問題，或者抗體已經過期或在儲存過程中

• • HIF-1α蛋白純化

  HIF-1α（缺氧誘導因子1α）是一種在缺氧條件下表達的轉錄因子，它在細胞適應缺氧環境中發揮重要作用。蛋白質純化是一個複雜的過程，涉及多個步驟，確保獲得高純度和活性的蛋白。以下是一個基本的HIF-1α蛋白純化步驟概述： 1.細胞裂解： 如果HIF-1&a

• • 在高效液相實驗中測樣品時，用50%的甲醇溶解樣品跟用100%的甲醇溶解樣品時再上液相測量的話，測量結果有啥不一樣？

  在高效液相色譜（HPLC）實驗中，使用不同濃度的溶劑（如50%的甲醇和100%的甲醇）溶解樣品，可能會對測量結果產生以下影響： 1、溶解性： 不同濃度的甲醇可能會影響樣品的溶解度。如果樣品在50%的甲醇中溶解性不好，可能會導致樣品部分沉澱，這樣在高效液相色譜中就無法完全檢測到所有的組分。

• • sds凝膠電泳上樣時樣品向上浮是什麼原因啊？buffer和電泳液的濃度是配套的嗎？

  SDS-PAGE（SDS-聚丙烯酰胺凝膠電泳）中樣品向上浮的現象通常是由於以下原因造成的： 1、樣品準備問題： 如果樣品中含有大量的油脂或是有機溶劑，這些物質的密度可能低於水，導致樣品在凝膠中上浮。確保樣品在加入上樣緩衝液後充分混合和加熱，以保證蛋白質充分變性並與S

• • page膠跑完蛋白染考馬斯亮藍，偶爾出現空染是什麼情況呢？

  PAGE凝膠（聚丙烯酰胺凝膠電泳）在使用考馬斯亮藍染色後出現空染（也就是部分區域未染色或染色較淺）的情況可能由多種因素引起： 1、蛋白質濃度過低： 如果某些泳道中的蛋白質濃度太低，可能導致這些區域染色不明顯或看不到條帶。 2、染色或脫色不均勻： 如果在染色或脫色過程中，凝膠未能完全浸沒在